2025, Vol. 41中国科学院微生物研究所、中国微生物学会主办
文章信息
- 陈子然, 黄容, 李鹏宇, 卢艳, 李凯, 宋伟
- CHEN Ziran, HUANG Rong, LI Pengyu, LU Yan, LI Kai, SONG Wei
- 支持类器官培养的工程化水凝胶研究进展
- Research progress in engineered hydrogels for organoids
- 生物工程学报, 2025, 41(8): 3036-3048
- Chinese Journal of Biotechnology, 2025, 41(8): 3036-3048
- CSTR: 32114.14.j.cjb.241006
- DOI: 10.13345/j.cjb.241006
-
文章历史
- Received: December 28, 2024
- Accepted: March 7, 2025
- Published: March 10, 2025
引用本文
|
类器官是由干细胞或器官祖细胞发育而来的，通过细胞分选和空间限制的谱系承诺，以类似于体内的方式进行自我组织的器官特异性细胞类型集合[1]，被广泛用于建模和研究组织发育、稳态和再生。类器官的3D培养高度依赖于对细胞外环境的精确模拟，其中细胞外基质的模拟是至关重要的一环。细胞外基质由胶原蛋白、非胶原蛋白糖蛋白、弹性纤维和蛋白聚糖等组成，为细胞提供生化线索和结构支持，模拟重现干细胞生态位，维持干细胞特性[2-3]，参与调控细胞的发育和形态发生，是类器官3D培养的重要组成部分。目前，用于类器官培养的细胞外基质主要包括基底膜提取物和脱细胞基质以及正在发展的水凝胶。
基底膜基质是目前应用最广泛的类器官培养基质，来源于Engelbreth-Holm-Swarm小鼠肉瘤中提取的基底膜细胞外基质[4]，这种产生基底膜的肿瘤提取物被开发为基质胶产品Matrigel及BME (basement membrane extract)凝胶等[5]。基质胶是一种重组的基底膜制剂，主要成分是层黏连蛋白、Ⅳ型胶原蛋白、硫酸肝素蛋白聚糖、巢蛋白等[5]。基质胶具有多种生物学功能，已广泛应用于细胞的3D培养，癌细胞的形态学、克隆性、侵袭、休眠分析，血管生成试验以及异种移植等研究[5-6]。但是基质胶是动物来源，存在异种化合物和残留生长因子，具有潜在抗原性，不同批次基质胶在成分和机械性能上有差异，更重要的是基质胶的成分定义不明确，使类器官在临床转化及实验操作等应用方面具有很大局限性[7-8]。
脱细胞基质指的是去除细胞和免疫原分子的天然细胞外基质，这种基质保留了关键细胞外基质分子，包括一些结构蛋白、糖胺聚糖和小分子，已有的细胞外环境有利于细胞生长和分化。除类器官培养外，脱细胞基质已应用在生物支架技术研究、体外细胞培养系统、生物墨水和促进各种损伤组织的修复方面[9]。但脱细胞基质同样具有成分不确定性以及批次差异等问题，去细胞过程可能有残留毒性，会对类器官造成影响[10]，而脱细胞基质的物理性质也很难控制和修改。
水凝胶是高度水合的三维聚合物网络，可通过化学、物理和生物工程等方法对其结构功能进行优化设计和改造，获得工程化的水凝胶，实现对其物理特性和生化线索的精确调节，从而克服水凝胶成分不确定性、免疫原性、批次差异等问题，成为替代基质胶，用于类器官培养的理想材料。成分可定义的工程化水凝胶可以为类器官提供一个稳定、可控的培养环境，支持其发育和成熟，提高培养效率和可重复性，对生物医学研究和临床应用具有重要意义。
1 工程化水凝胶特性模拟细胞外基质是水凝胶培养类器官研究的关键，水凝胶的机械特性、可重塑性、配体呈现、刺激响应性等相互联结，一起组成细胞培养环境，调节细胞信号级联和命运。细胞如何感应外环境，水凝胶的结构支持及生化信号如何对细胞产生影响，对水凝胶模拟细胞外基质至关重要。
1.1 提供结构支持细胞外环境的机械环境主要包括刚度、基质黏弹性和可降解性等，这些机械特性共同作用于细胞。水凝胶支架结构决定了细胞的形态，其物理结构会对细胞的活动和信号级联造成影响。细胞的机械限制受细胞外基质的基质孔径、基质降解性和基质黏塑性的组合支配。如果有足够的黏弹性或黏塑性，细胞可以克服限制，进而实现生长和迁移[11]。水凝胶的分子孔隙度通常在纳米尺度，可以影响整个基质的营养通量。这与水凝胶膨胀水平和机械性能相关，膨胀水平是聚合物网络亲水性以及相对交联密度的指标，较硬的结构通常表现出较低的膨胀水平[12]。水凝胶的机械性能可以通过物理或化学交联方式进行调控，疏水相互作用、氢键等物理交联方式通常机械强度较差，而共价交联的机械性能较高[13]。细胞通过机械信号转导感知响应外部机械刺激。
1.2 传递生化信号除了支撑作用的结构支架外，合成基质中最重要的成分包括细胞黏附配体、生长因子蛋白的结合位点、促进细胞-基质相互作用的易被细胞分泌或激活的蛋白酶降解的结构域，以及具有结构功能的结构域[14]。水凝胶提供的这些静态物理化学线索调控细胞生长，细胞将这些线索切换为生化信号，以调整其生物学特性和稳态。
细胞黏附配体通过特定的分子机制，促进细胞与基质之间的紧密连接，为细胞提供稳定的附着点。细胞外基质中的细胞黏附由细胞膜上的细胞黏附因子决定。细胞黏附因子，包括免疫球蛋白超家族、整合素和钙黏蛋白等，可以介导细胞之间以及细胞与细胞外基质之间的信号传导，也可以与基质中的某些配体相互作用[15]。细胞黏附配体可以被接枝在聚合物支架上，细胞与合成支架黏附作用最常用的黏附因子是纤连蛋白衍生的三氨基酸肽Arg-Gly-Asp (RGD)，它能与αvβ3、αvβ5整合素结合[16]。硫酸肝素蛋白聚糖在维持多能干细胞的自我更新方面起着关键作用，是多能干细胞所需的经典细胞外生长因子调节剂[17]。层黏连蛋白-111是一种基底膜糖蛋白，具有多个黏附位点，主要功能是促进细胞黏附，也具有促进细胞黏附及迁移、神经元生长以及肿瘤生长和转移等其他生物活性[18]。
易被细胞分泌或激活的蛋白酶降解的结构域在细胞-基质相互作用中扮演着重要角色，它们能够响应细胞的信号，通过蛋白酶的降解作用，动态地调整基质的组成和结构，引导基质重塑。水凝胶通常通过水解或酶降解，其中水解表现为水凝胶的整体降解，酶降解呈现为水凝胶的局部降解。模拟迁移微环境中，蛋白水解途径应用比较广泛，在这个过程中，细胞通过分泌和激活蛋白酶[包括基质金属蛋白酶(matrix metalloproteinase, MMP)、丝氨酸蛋白酶和透明质酸酶]来创造迁移路径[19]。
具有结构功能的结构域利用自身的刚性和稳定性，为基质提供一定的力学支持。生长因子蛋白的结合位点能够捕获并固定生长因子，为细胞提供必要的生长信号。
2 工程化水凝胶的种类基于原材料的特点，工程化水凝胶可以分为天然水凝胶和合成水凝胶。天然水凝胶主要由天然聚合物基材料制成，如蛋白质和多糖，具有良好的生物相容性和生物降解性，能够模拟天然细胞外基质，促进细胞黏附和分化。合成水凝胶由合成聚合物制成，如聚乙二醇(polyethylene glycol, PEG)、聚丙烯酰胺和多肽，具有更高的可控性和物理化学性质可调节性，通常具有较好的机械性能，但往往无法提供足够的生物化学信号[14]。
2.1 天然水凝胶天然水凝胶主要由天然聚合物基材料制成，是由蛋白质纤维网络和糖胺聚糖链水合网络交织而成的复杂三维结构。蛋白质主要包括胶原蛋白、明胶和纤维蛋白等结构蛋白或功能蛋白，多糖包括海藻酸盐、透明质酸等，这些糖链通过糖苷键连接形成线性或分支状结构。在工程化水凝胶研究中，胶原蛋白作为细胞外基质组成成分，通常作为修饰因子添加；基于明胶的水凝胶因明胶的动物源性不属于可定义范畴，在此不过多介绍。本文详细介绍了应用于类器官培养的纤维素、纤维蛋白、丝纤维素、透明质酸这4类工程化水凝胶。
2.1.1 纤维素水凝胶纤维素是由葡萄糖组成的大分子多糖，纤维素纳米纤维(cellulose nanofiber, CNFs)是一种重要的具有优异生物相容性的纳米纤维素类型。基于纤维素的水凝胶中，纤维素主要作为机械支架，需要通过生化修饰来实现最佳的细胞-表面相互作用，加入物理化学信号支持细胞生长。天然纤维素经后期人工改性后可以达到无杂质或极少杂质，目前也有人工合成的纯度极高的纤维素。
四甲基哌啶氧化物(2,2,6,6-tetramethylpiperidinooxy, TEMPO)氧化的CNF水凝胶在肝基因的表达、整体肝细胞功能和类器官极化方面表现出优势，这种水凝胶支持肝脏类器官分化为功能性肝细胞样细胞，但不支持人类肝脏类器官的扩增[20]。另一种TEMPO高碘酸盐氧化纳米纤维素(TEMPO-periodate-oxidized nanocellulose, TPON)水凝胶由TEMPO高碘酸盐氧化CNF形成，再与细胞黏附肽RGD交联功能化。RGD-TPON可以通过将镁和钙离子作为阳离子交联剂来实现所需的机械性能，研究结果表明小鼠肠道类器官能够在4 d内维持活性[21]。
RGD-GLY水凝胶是一种工程植物基CNF水凝胶，这种离子交联的氧化CNF凝胶，具有与标准动物基质凝胶相似的机械性能；其甘氨酸调节渗透率的无盐策略更加适合细胞存活和增殖，RGD肽进行功能化后的RGD-GLY水凝胶支持小鼠肠类器官在培养4 d后维持81%活率[22]。
EKGel是一种以明胶和棒状醛改性纤维素纳米晶体(aldehyde-modified cellulose nanocrystals, a-CNCs)为原料，具有可控刚度的水凝胶，CNC表面的醛基和明胶中赖氨酸残基的氨基之间具有席夫碱交联的水凝胶结构。杆状a-CNCs的组装形成EKGel的纳米纤维结构，类似于体内肿瘤细胞外基质中的胶原蛋白，明胶提供了基质金属蛋白酶靶序列和RGD序列[23]。当明胶的浓度保持为2 wt%时，EKGel机械性能的变化可通过改变水凝胶中的a-CNC浓度来实现。EKGel支持来自多种乳腺癌症亚型的患者组织的类器官和人源肿瘤异种移植(patient-derived xenograft, PDX)衍生的肿瘤类器官的建立和培养[24]。
2.1.2 纤维蛋白水凝胶纤维蛋白原裂解时，纤维蛋白原单体能够聚集在一起，通过结合位点的蛋白水解暴露形成非共价交联的聚合物凝胶[25]。转谷氨酰胺酶催化谷氨酰胺和赖氨酸残基之间的转酰胺作用可以导致蛋白质单元之间形成共价侧链桥，将蛋白质黏合在一起，从而生成交联的超分子蛋白质组件[26]。Schense等[27-28]研究了一种方法，利用血浆转谷氨酰胺酶因子(XIIIa)的凝血作用，将外源性双功能肽交联到具有XIIIa因子的纤维蛋白凝胶中，成功将非纤维蛋白的生物活性赋予给纤维蛋白基质，构建生物活性肽修饰的纤维蛋白基质。
Broguiere等[29]构建的一种结构明确的纤维蛋白水凝胶，支持来自不同小鼠和人体组织的上皮类器官的长期扩增。这种水凝胶中纤维蛋白产生孔径约为4 µm的纤维网，可以通过改变纤维蛋白浓度来调节凝胶的刚度；而纤维蛋白上天然的RGD浓度足够很好地促进类器官生长，加入层黏连蛋白-111的纤维蛋白水凝胶支持来自不同类型组织的类器官培养[29]。
2.1.3 丝纤维素水凝胶丝是一种富含甘氨酸的聚合物，丝纤维素是一种天然蛋白质聚合物，来自丝的脱胶过程。丝纤维素的结晶区域包含重复的色氨酸或富含色氨酸-甘氨酸的序列[30]。
在家蚕(Bombyx mori)的纤维蛋白基础上，Abbott等[31]开发了一种基于阿维丁(avidin)的技术，用生物活性分子将丝绸材料非共价功能化。阿维丁是一种从蛋清中分离出来的四聚体蛋白。通过阿维丁-生物素相互作用耦合生物素化大分子，将β-RGD功能化到丝绸表面，构建蚕丝纤维素水凝胶，实验结果显示培养的人类包皮成纤维细胞和人类间充质干细胞7 d内有扩增现象[31]。随后同一团队测试了去除丝氨酸蛋白的丝纤维素支持原代细胞和人类诱导多能干细胞来源的肾脏类器官生长和分化的能力[32]。在这种材料上诱导多能干细胞来源的肾组织的异种移植物发生血管化，并能在小鼠体内维持肾上皮结构，但同时也出现了间充质细胞扩增的问题。
Fiorenzano等[33]使用层黏连蛋白-111功能化的结构明确的蜘蛛丝超细纤维水凝胶建立人类多能干细胞衍生的脑类器官培养系统。使用重组丝超细纤维网络作为支架，驱动人类多能干细胞自我组织成工程脑类器官。这种方法似乎可以减少类器官内的变异性，并增强自我组织能力，形成成熟的人类大脑类器官[34]。
苏佳灿团队[35]构建的具有可控表面刚度的双网络DNA-丝纤维蛋白(silk fibroin, SF)水凝胶，通过DNA碱基配对产生β-折叠结构形成超分子网络，第2个网络为SF通过辣根过氧化物酶发生酶反应交联形成，双网络DNA-SF水凝胶的表面刚度与DNA含量正相关，体内研究表明，具有中等表面刚度的双网络DNA-SF水凝胶显著加速了软骨再生。同一团队后续采用光交联与自组装技术的微流控系统制备了一种新型RGD-丝纤维蛋白-DNA水凝胶微球(RGD-SF-DNA hydrogel microsphere, RSD-MS)并基于此构建了软骨类器官，RSD-MS具有均匀的尺寸、多孔表面以及理想的膨胀和降解性能[36]。
2.1.4 透明质酸(hyaluronic acid, HA)水凝胶HyStem®水凝胶[37]是一种非动物源的由硫醇修饰的透明质酸和硫醇反应性交联剂反应形成的透明质酸基质。Hystem-C已应用于扩增人胚胎干细胞、人间充质干细胞、神经祖细胞和肝祖细胞，并成功用于肝脏星状细胞来源的肝脏类器官和多能干细胞来源的心脏类器官培养[38]。
另一种HA水凝胶由硫醇修饰HA和丙烯酸酯官能肽、细胞黏附肽GRGDS和PQ (MMP敏感肽)组成，实现了成骨细胞与前列腺癌的PDX肿瘤细胞共培养[39]。随后这种HA水凝胶被证实可支持PDX来源的肝癌类器官与内皮细胞的共培养，并可模拟肝癌细胞和内皮细胞之间的血管分泌信号[40]。
透明质酸/海藻酸盐双网络水凝胶[methacrylated hyaluronic acid-sodium alginate-methacrylamide dopamine-c(RGDfC), HADR]含有2%的HA和1%的海藻酸盐及2种黏附分子，甲基丙烯酰胺多巴胺和环状RGD-c(RGDfC)；HADR水凝胶具有与人体肝脏生理力学相匹配的机械性能，支持多种细胞黏附和增殖，支持基于HepG2细胞构建肝癌类器官[41]。
Chen等[42]使用共价交联制备了不同的甲基丙烯酸透明质酸(methacrylated hyaluronic acid, HAMA)水凝胶，由2种刚度相似但黏弹性不同的凝胶和2种黏弹性相似但刚度不同的凝胶组成；同时制备包含共价和配位交联的双网络水凝胶HA-Cat，HAMA与含有儿茶酚基团的HA混合交联；通过研究人脊髓类器官在HA水凝胶中的模式化，探索基质黏弹性如何调节干细胞模式，并实现人类脊髓类器官与人类血管类器官的共培养。
降冰片烯修饰的HA水凝胶，通过降冰片烯与二硫醇的硫烯反应进行交联，RGD与MMPs敏感肽进行修饰。通过两步培养方法，在水凝胶的微孔中预先聚集肺泡组细胞，3 d后再嵌入到HA水凝胶中，成功建立肺泡类器官[43]。
2.1.5 天然水凝胶小结工程化天然水凝胶中(表 1)，纤维素水凝胶具有优异的支撑性，但大部分纤维素水凝胶不能维持类器官的干性，仅能在短时间内维持活性。EKGel是目前培养类器官效果最佳的纤维素水凝胶，能够支持类器官的建立和培养，并实现了可控刚度，但其中明胶成分是动物来源，依然存在局限性。基质的充分黏弹性和可降解性是类器官维持干性及扩增能力的关键，在完全排除动物源成分的条件下实现纤维素水凝胶的可降解性是纤维素水凝胶研发应用的难点也是关键。支持类器官培养的完全定义的纤维蛋白水凝胶研究目前较少，刚度可控及促进细胞黏附的天然RGD是纤维蛋白水凝胶的优势。丝纤维素水凝胶中，蜘蛛丝纤维素水凝胶在类器官培养中的研究相对较成熟，而双网络丝纤维素水凝胶已在微流控系统上展现出了巨大潜力。透明质酸水凝胶在类器官培养上研究成果较多，已有商品化产品，特别是在类器官与其他细胞共培养上，透明质酸水凝胶研究成果瞩目。
| Nature hydrogel | Hydrogel | Organoid | Reference |
| CNFs | Cellulose nanofibril hydrogel | Hepatic differentiation of human liver organoids | [20] |
| RGD-TPON hydrogel | Growth and recovery of mouse intestinal organoids | [21] | |
| RGD-GLY hydrogel | Growth of mouse intestinal organoids | [22] | |
| EKGel | Formation and growth of patient-derived breast tumor organoids | [24] | |
| Fibrin | Fibrin/Laminin matrix | Growth of murine and human epithelial organoids | [29] |
| Silk fibroin | Silk fibroin hydrogel | Growth of human kidney organoids | [32] |
| Recombinant spider silk hydrogel | Formation and growth of human brain organoids | [34] | |
| Silk fibroin-DNA hydrogel | Formation and growth of cartilage organoid precursor | [36] | |
| Hyaluronic acid (HA) | Hystem-C | Growth of liver and cardiac organoids | [38] |
| Acrylated GRGDS-PQ-HA hydrogel | Co-culture of hepatocellular carcinoma organoid from PDX with endothelial cells | [40] | |
| HADR hydrogel | Formation of liver cancer organoid | [41] | |
| HAMA hydrogel | Co-culture of human spinal cord organoid with isogenic human blood vessel organoids | [42] | |
| Norbornene-modified HA hydrogels | Formation of alveolar organoid | [43] |
合成水凝胶其基础构成材料主要是合成聚合物，如聚乙二醇(PEG)、聚丙烯酰胺和多肽等。合成水凝胶因其网络结构的稳定性和强度而具有较好的机械性能，但缺乏生物活性成分和信号分子，往往不能提供足够的生物化学信号支持[14]。因此，合成水凝胶优化的策略是通过化学修饰或者材料动态重塑响应细胞信号，提供更多的生物活性成分和信号分子。
2.2.1 聚乙二醇(PEG)水凝胶及其衍生物聚乙二醇(PEG)是研究最多、应用最广泛的合成聚合物之一，易于制备、成本低，具有亲水性和生物惰性。PEG适用于化学改性和机械性能调整。PEG具有线性和分支(多臂或星状)结构，通过特定细胞黏附、蛋白水解降解和信号分子结合等模拟细胞外环境。可以通过光聚合、迈克尔加成反应、酶反应等形成水凝胶[12, 44]。
Lutolf等[45]将具有黏附受体结合基序(RGD黏附配体)的单半胱氨酸肽与多臂PEG反应，加入对MMPs敏感的序列双半胱氨酸肽交联剂生成MMP敏感基质；MMP敏感基质会局部降解细胞表面蛋白酶，为3D细胞迁移创造路径。成功实现了合成细胞外基质对细胞信号的响应性，允许细胞在保持材料牵引力的情况下诱导材料重塑。
Ehrbar等[46]开创性地利用因子XIIIa的凝血特性，将其应用于PEG的交联，并同时加入生物活性肽TG-Gln-RGD，构建了一种通过位点特异性酶反应形成和降解生物分子水凝胶。这种酶交联PEG水凝胶方法将因子XIIIa的凝血作用与PEG及MMPs敏感肽化学交联方法结合到一起[45]，实现了PEG水凝胶的位点特异性酶反应形成及可控降解，为后续支持类器官培养的PEG水凝胶研发打下了基础。
Gjorevski等[47]在上述酶交联的PEG水凝胶[46]基础上建立了一个完全定义的培养系统PEG-RGD，8臂PEG-VS用赖氨酸和谷氨酰胺呈递肽末端官能化后，通过酶促交联反应形成水凝胶，再加入Gln-RGD进行修饰。PEG-RGD支持小鼠和人类的肠道干细胞扩增，其中RGD以浓度依赖的方式刺激肠道干细胞集落的形成，单个肠道干细胞可以在PEG RGD水凝胶中扩增并维持类器官形成能力[48]。
但在扩增基础上，肠道干细胞分化和类器官的形成需要柔软的基质和基于层黏连蛋白的黏附。Gjorevski等[47]进而构建了另一种机械动力学基质PEG RGD-LAM，PEG丙烯酸酯PEG-Acr大分子单体形成多臂PEG前体，通过酶促交联反应形成水凝胶，加入Lys-RGD及类器官形成所需的层黏连蛋白-111。PEG-Acr的酯键能通过自发水解而断裂，实现了基质的持续性软化，允许类器官分化和形态发生，PEG RGD-LAM水凝胶支持肠道干细胞的扩增及后续分化形成肠道类器官[48]，这也是首个被证实支持类器官建立与培养的PEG水凝胶。该团队后续又构建了可机械调节的惰性PEG水凝胶[49]，对比了小鼠肝类器官在4种细胞外环境关键成分RGD、纤连蛋白、层黏连蛋白-111、胶原蛋白Ⅳ的条件下生长情况，结果显示RGD修饰下类器官培养效果最佳，在此基础上构建了PEG-RGD水凝胶。该水凝胶支持鼠和人的肝祖细胞及类器官培养，并通过调整水凝胶机械特性以匹配小鼠肝脏的生理硬度，优化了肝脏类器官生长的效率，还可以准确模拟纤维化肝脏力学，为肝脏纤维化提供研究模型。
PEG-4MAL水凝胶主要结构是末端马来酰亚胺基团官能化的四臂PEG大分子单体(PEG-4MAL)。Cruz-Acuña等[50]设计的一款PEG-4MAL水凝胶，其每个末端的马来酰亚胺基团与黏附肽缀合，使其具有恒定的2.0 mmol/L RGD黏附肽(GRGDSPC)密度，与蛋白酶可降解肽GPQ-W (GCRDGPQGIWGQDRCG)交联形成水凝胶。这种PEG-4MAL水凝胶支持人类诱导多能干细胞和胚胎干细胞来源的类器官建立及扩增，支持人类肠道类器官和人类肺类器官的建立和培养，并可作为注射载体促进其移植，在小鼠结肠损伤模型中促进小鼠结肠黏膜伤口的愈合。另一种PEG-4MAL水凝胶中PEG-4MAL与半胱氨酸侧翼的VCAM-1模拟REDV肽结合，然后与蛋白酶可降解交联剂肽和非降解交联剂二硫苏糖醇的混合物交联[50]。7.5 wt%的PEG-4MAL水凝胶的存储模量达到了与天然扁桃体组织的刚度范围相匹配的水平，且与固定黏附肽密度的水凝胶相当，成功模拟淋巴组织微环境，支持扁桃体和外周血单个核细胞衍生的B细胞自我组织并形成免疫类器官[51]。
Hybrid50水凝胶是PEG衍生水凝胶，是由2种多臂PEG大分子交联组成的混合网络结构水凝胶，8-PEG-胞嘧啶50和8-PEG-SS-SH通过迈克尔型加成共价交联及通过胞嘧啶的氢键物理交联生成可被转肽酶A降解的Hybrid50水凝胶(SS-Hybrid50凝胶)[52]。Hybrid50水凝胶表现出与共价凝胶相似的稳定性，能够支持小鼠与人的肠道干细胞扩增及类器官形成，并通过可逆氢键介导的动态重排来促进类器官形态发生。这种水凝胶有应力松弛效应，能够适应组织扩张和发育过程中发生的机械变化，排除了不可逆网络降解的影响，可以支持类器官的形成和长期培养。
水凝胶Amikagel是PEG-二糖基醚(polyethylene glycol-diglycidyl ether, PEGDE)聚合氨基糖苷类抗生素阿米卡辛的氨基在40 ℃条件下生成[53]。Amikagel分子中的由羟基和胺组成的糖基使水凝胶具有亲水性和生物相容性，其特定的胺-甘油醚耦合羟基键有利于诱导人类多能干细胞自我组织成同质和异质多细胞聚物。Candiello等[54]利用Amikagel培养人胚胎干细胞来源的胰腺类器官。Amikagel的优势在于利用细胞-细胞和细胞-底物的相互作用来促进人类胚胎干细胞衍生的胰腺祖细胞(human embryonic stem cell-derived pancreatic progenitors, hESC-PP)的自发聚集，而不是通过将细胞嵌入基质来施加约束。与接种在基质胶上的微球相比，Amikagel中微球的胰岛细胞更加成熟。Amikagel中的hESC-PP细胞球进一步与发育相关内皮细胞聚集形成多细胞类器官，表现出更显著的胰岛表型以及胰岛分泌功能。
2.2.2 聚丙烯酰胺水凝胶Shkumatov等[55]制备了不同弹性模量的胶原蛋白共轭聚丙烯酰胺(collagen-conjugated polyacrylamide, CCP)水凝胶，用于控制胚胎体(embryoid bodies, EBs)分化。通过调节水凝胶的刚度来促进血管化心肌(如EBs中的组织)的形成，成功建立具有收缩特性的心血管类器官，并在细胞基质刚度可以调节EBs的心肌源性和内皮分化的基础上，进一步调整心血管类器官的内部结构。
2.2.3 聚异氰酸酯(polyisocyanat, PIC)水凝胶PIC水凝胶是基于非免疫源材料多异氰肽(polyisocyanopeptides)或多异氰酸(polyisocyanide)的合成定义水凝胶，具有热可逆性和热响应性。在PIC中添加层黏连蛋白/巢蛋白复合物(laminin/entactin complex, LEC)可以支持肝类器官的扩增与形成，但因PIC和LEC的相互作用尚不明确，用人类重组层黏连蛋白-111取代LEC，从而成功构建一种支持人类肝脏类器官扩增与分化的完全合成的水凝胶[56]。与Matrigel相比，将分化培养基与PIC水凝胶相结合，促进了肝内胆管类器官分化为成熟胆管细胞，并表现出顶端向外极性[57]。
低聚乙二醇PIC水凝胶由PIC与低聚乙二醇侧链接枝而成[58]。RGD肽功能化的低聚乙二醇PIC水凝胶支持从小鼠乳腺组织中建立乳腺类器官，维持分化能力超过2个月[59]。低聚乙二醇官能化PIC水凝胶支持从唾液腺来源的干细胞建立唾液腺类器官，与没有修饰的低聚乙二醇PIC水凝胶相比，RGD修饰后的PIC水凝胶中的唾液腺类器官增殖趋势明显提高，但仅能维持类器官传代至4代，这可能与RGD浓度有关。与Matrigel相比，RGD-PIC水凝胶中建立的唾液腺类器官在分化培养基中不能分化为功能成熟的唾液细胞，RNA测序分析结果也显示这2种唾液腺类器官有一定差异[60]。
2.2.4 自组装肽水凝胶PuraMatrixTM水凝胶和PeptiGel®水凝胶都是基于肽自组装成纤维结构，形成稳定的β折叠结构的自组装肽水凝胶。
PuraMatrixTM水凝胶，基于离子自互补肽RADARADARADA (RADA16-I)重新组装[61]，通过改变pH值可以控制凝胶，这种水凝胶平均孔径为50–200 nm，具有生物兼容性，无动物源性，可用于3D细胞培养、干细胞增殖分化、血管生成和体内组织再生等研究[62]。
PeptiGel®水凝胶是基于苯丙氨酸、谷氨酸、赖氨酸和精氨酸的八肽自组装肽水凝胶[63]。能够支持人类诱导多能干细胞建立肾类器官，存活至少24 d，并产生基底膜[64]。在PeptiGel®水凝胶基础上调整刚度及层黏连蛋白官能化，以此模拟乳腺上皮细胞微环境，培养乳腺上皮类器官[65]。
2.2.5 超分子水凝胶超分子水凝胶是基于超分子相互作用的可逆的、非共价相互作用的水凝胶。超分子水凝胶可以通过细胞黏附序列增强类器官培养效率，van Sprang等[66]报道的低分子量单价和双价自补尿素-嘧啶二酮(UPy)单体构建的机械响应性超分子水凝胶，引入整合素结合肽UPy-cRGDfK进行功能化，以不同比例组合单价和双价UPy单体可以调整水凝胶的刚度和应力松弛等机械性能；通过使用这种超分子水凝胶培养诱导多能干细胞来源的肾脏类器官，探讨机械环境对肾脏类器官中肾小球发育的作用。
基于DNA文库的全合成超分子水凝胶，是一种动态的DNA交联基质DyNAtrix[67]。DyNAtrix中DNA官能化的超高分子量(ultrahigh-molecular-weight, UHMW)聚合物骨架由丙烯酰胺-丙烯酸共聚物组成，DNA链充当非共价连接的位点，使用RGD肽进行修饰；DyNAtrix利用DNA纳米技术自组装形成水凝胶，通过可编辑的交联文库可以实现在极低的DNA浓度下发生凝胶化，在不改变DNA及其他化学成分浓度下控制刚度、应力松弛和降解性等。DyNAtrix表现出高稳定性、生物相容性以及可控的DNase I降解性。DyNAtrix和Matrigel中培养的人诱导多能干细胞生长情况相似，滋养细胞类器官在DyNAtrix中成功培养长达3周[67]。
2.2.6 合成水凝胶小结工程化合成水凝胶中(表 2)，PEG水凝胶研究最多且最为成熟，初期可控降解的酶交联PEG水凝胶为PEG水凝胶在细胞培养应用打下基础，而可持续性软化的PEG RGD-LAM水凝胶和PEG-RGD水凝胶在支持类器官的建立与培养基础上，能够通过调整机械性能优化类器官生长效率，准确模拟体内纤维化肝脏力学，这些研究结果无疑让PEG水凝胶成为支持类器官培养的工程化水凝胶中最为突出的存在。PEG衍生的水凝胶各具优势，其中PEG-4MAL水凝胶可以作为注射载体，并支持免疫类器官的建立，Hybrid50水凝胶能够通过动态重排实现应力松弛效应，Amikagel利用细胞-细胞和细胞-底物的相互作用来促进细胞的自发聚集。聚丙烯酰胺水凝胶可以调节刚度，在心血管类器官中促进血管化心肌形成，但应用于类器官培养的聚丙烯酰胺水凝胶较少，可能是因为聚丙烯酰胺凝聚中易残留丙烯酰胺单体，而丙烯酰胺具有细胞毒性、神经毒性、生殖毒性与致癌性[69]，限制了聚丙烯酰胺水凝胶在细胞培养方面的发展。PIC水凝胶能够支持类器官的建立与分化，但在维持类器官干性方面仍有一定欠缺。自组装肽水凝胶已有商业化产品，在类器官应用方面非常成熟。超分子水凝胶的刚度、应力松弛等机械特性可以灵活调整，适应具体类器官研究需求。
| Synthetic hydrogel | Hydrogel | Organoid | Reference |
| PEG | PEG RGD-LAM hydrogel | Formation and growth of mouse intestinal organoids | [47-48] |
| Mechano-modulatory PEG hydrogel | Growth of mouse and human hepatic organoids | [49] | |
| PEG-4MAL hydrogel | Formation and growth of human intestinal organoids and immune organoids | [50-51] | |
| Hybrid50 hydrogel | Formation and growth of mouse and human intestinal organoids | [52] | |
| Amikagel | Growth of human islet organoids | [54] | |
| Polyacrylamide | CCP hydrogel | Formation of cardiovascular organoid | [55] |
| PIC | PIC-laminin111 hydrogel | Growth of human liver organoid and cholangiocyte differentiation | [56-57] |
| Oligo(ethylene glycol)‐grafted PIC | Formation and growth of mammary gland organoid and salivary gland organoids | [59-60] | |
| Self-assembling peptide | PuraMatrixTM | Formation and growth of human intestinal organoids | [62, 68] |
| PeptiGel® | Growth and differentiation of kidney organoids, mammary epithelial organoid | [64-65] | |
| Supramolecular | Co‐assembled supramolecular hydrogelators | Growth of kidney organoids | [66] |
| DyNAtrix | Growth of human trophoblast organoids | [67] |
基质胶具有充足的天然细胞黏附结构域，能够促进细胞附着，是目前干细胞培养的最佳基质，能让干细胞保持自我更新能力和未分化状态[70]。基质胶和脱细胞基质在小鼠体内成瘤实验和肿瘤异种移植衍生的肿瘤类器官建立方面具有天然优势。但是，基质胶和脱细胞基质具有潜在抗原性、成分不确定性、批次差异、机械及生化特性不可调节性等缺陷。工程化水凝胶的物理特性及生物特征能够进行调控，达到模拟细胞外环境的生物识别和信号功能目的，并可适应不同类器官培养条件需求，克服了基质胶与脱细胞基质的上述局限性。工程化水凝胶可根据实际研究需求调节物理化学性质，比如模拟不同器官组织的特性，构建疾病模型模拟疾病状态，调整水凝胶固液状态适应微流控系统、生物芯片等；工程化水凝胶的成分可定义性及生物相容性对类器官的临床转化具有重要意义，在精准医疗方面用于药物筛选，搭建个性化类器官模型进行药敏实验，再生医学方面用于器官组织修复替代等；随着技术的不断发展，工程化水凝胶在未来类器官的临床研究、药物研发、精准医疗等多个发展领域是理想的培养材料。
在类器官培养材料研发方面，天然水凝胶具有良好生物相容性和生物识别特性，包括受体结合配体的呈现以及导致细胞蛋白水解降解和重塑的易感性，可以在天然水凝胶中加入合成水凝胶增强机械性能，也可将天然水凝胶作为修饰添加到合成水凝胶中。合成水凝胶提供支撑作用的结构支架基础上，可以嵌入细胞黏附配体、蛋白酶作用位点，加入天然水凝胶提供细胞外基质分子，如层黏连蛋白、Ⅳ型胶原蛋白、硫酸肝素蛋白聚糖等[5]，或者通过材料动态重塑性响应细胞信号，提供生物化学信号支持。目前部分类器官培养工程化水凝胶中添加的天然水凝胶或其成分，存在无法保证纯度、无法明确化学定义等问题。部分纤维素和胶原蛋白、明胶等来源于天然材料纯化，纯化过程中杂质残留及副产物出现会导致水凝胶出现免疫原性和细胞毒性。因此通过重组蛋白质表达技术和合成技术获得的无杂质替代品将让水凝胶的研发更进一步发展。
适用于类器官的工程化水凝胶研究还存在以下难点：如何模拟干细胞的生态位，维持干细胞的未分化状态；还原细胞内具有空间和时间顺序的生物线索；提供几何线索引导类器官形态发生及水凝胶分离和生物降解性等。工程化水凝胶生产成本的降低也会降低类器官规模化转化的难度。
目前支持类器官扩增及分化的工程化水凝胶还较少，尚不能完全取代基质胶。能够模拟细胞外基质环境，重现其高度动态和复杂的生物物理和生化信号，完全化学定义并支持类器官扩增及分化的水凝胶对类器官的再生医学、体内研究、临床转化等具有重要意义。
作者贡献声明
陈子然：查阅文献、稿件撰写和修改；黄容、李鹏宇、宋伟：指导稿件写作并进行修改润色；卢艳、李凯：指导稿件写作、校对。
作者利益冲突公开声明
作者声明没有任何可能会影响本文所报告工作的已知经济利益或个人关系。
| [1] |
LANCASTER MA, KNOBLICH JA. Organogenesis in a dish: modeling development and disease using organoid technologies[J]. Science, 2014, 345(6194): 1247125. DOI:10.1126/science.1247125
|
| [2] |
VOOG J, JONES DL. Stem cells and the niche: a dynamic Duo[J]. Cell Stem Cell, 2010, 6(2): 103-115. DOI:10.1016/j.stem.2010.01.011
|
| [3] |
FATEHULLAH A, TAN SH, BARKER N. Organoids as an in vitro model of human development and disease[J]. Nature Cell Biology, 2016, 18(3): 246-254. DOI:10.1038/ncb3312
|
| [4] |
ORKIN RW, GEHRON P, McGOODWIN EB, MARTIN GR, VALENTINE T, SWARM R. A murine tumor producing a matrix of basement membrane[J]. Journal of Experimental Medicine, 1977, 145(1): 204-220. DOI:10.1084/jem.145.1.204
|
| [5] |
KLEINMAN HK, MARTIN GR. Matrigel: basement membrane matrix with biological activity[J]. Seminars in Cancer Biology, 2005, 15(5): 378-386. DOI:10.1016/j.semcancer.2005.05.004
|
| [6] |
BENTON G, KLEINMAN HK, GEORGE J, ARNAOUTOVA I. Multiple uses of basement membrane-like matrix (BME/Matrigel) in vitro and in vivo with cancer cells[J]. International Journal of Cancer, 2011, 128(8): 1751-1757. DOI:10.1002/ijc.25781
|
| [7] |
SOOFI SS, LAST JA, LILIENSIEK SJ, NEALEY PF, MURPHY CJ. The elastic modulus of Matrigel™ as determined by atomic force microscopy[J]. Journal of Structural Biology, 2009, 167(3): 216-219. DOI:10.1016/j.jsb.2009.05.005
|
| [8] |
AISENBREY EA, MURPHY WL. Synthetic alternatives to matrigel[J]. Nature Reviews Materials, 2020, 5(7): 539-551. DOI:10.1038/s41578-020-0199-8
|
| [9] |
ZHANG WH, DU AL, LIU S, LV MY, CHEN SH. Research progress in decellularized extracellular matrix-derived hydrogels[J]. Regenerative Therapy, 2021, 18: 88-96. DOI:10.1016/j.reth.2021.04.002
|
| [10] |
ZHANG XW, CHEN X, HONG H, HU RB, LIU JS, LIU CS. Decellularized extracellular matrix scaffolds: recent trends and emerging strategies in tissue engineering[J]. Bioactive Materials, 2022, 10: 15-31. DOI:10.1016/j.bioactmat.2021.09.014
|
| [11] |
CHAUDHURI O, COOPER-WHITE J, JANMEY PA, MOONEY DJ, SHENOY VB. Effects of extracellular matrix viscoelasticity on cellular behaviour[J]. Nature, 2020, 584(7822): 535-546. DOI:10.1038/s41586-020-2612-2
|
| [12] |
CALIARI SR, BURDICK JA. A practical guide to hydrogels for cell culture[J]. Nature Methods, 2016, 13(5): 405-414. DOI:10.1038/nmeth.3839
|
| [13] |
CAO H, DUAN LX, ZHANG Y, CAO J, ZHANG K. Current hydrogel advances in physicochemical and biological response-driven biomedical application diversity[J]. Signal Transduction and Targeted Therapy, 2021, 6(1): 426. DOI:10.1038/s41392-021-00830-x
|
| [14] |
LUTOLF MP, HUBBELL JA. Synthetic biomaterials as instructive extracellular microenvironments for morphogenesis in tissue engineering[J]. Nature Biotechnology, 2005, 23(1): 47-55. DOI:10.1038/nbt1055
|
| [15] |
GIBSON NJ. Cell adhesion molecules in context: CAM function depends on the neighborhood[J]. Cell Adhesion & Migration, 2011, 5(1): 48-51.
|
| [16] |
MONDAL G, BARUI S, CHAUDHURI A. The relationship between the cyclic-RGDfK ligand and αvβ3 integrin receptor[J]. Biomaterials, 2013, 34(26): 6249-6260. DOI:10.1016/j.biomaterials.2013.04.065
|
| [17] |
RUOSLAHTI E, YAMAGUCHI Y. Proteoglycans as modulators of growth factor activities[J]. Cell, 1991, 64(5): 867-869. DOI:10.1016/0092-8674(91)90308-L
|
| [18] |
KIKKAWA Y, HOZUMI K, KATAGIRI F, NOMIZU M, KLEINMAN HK, KOBLINSKI JE. Laminin-111-derived peptides and cancer[J]. Cell Adhesion & Migration, 2013, 7(1): 150-256.
|
| [19] |
PAUL CD, MISTRIOTIS P, KONSTANTOPOULOS K. Cancer cell motility: lessons from migration in confined spaces[J]. Nature Reviews Cancer, 2017, 17(2): 131-140. DOI:10.1038/nrc.2016.123
|
| [20] |
KRÜGER M, OOSTERHOFF LA, van WOLFEREN ME, SCHIELE SA, WALTHER A, GEIJSEN N, de LAPORTE L, van der LAAN LJW, KOCK LM, SPEE B. Cellulose nanofibril hydrogel promotes hepatic differentiation of human liver organoids[J]. Advanced Healthcare Materials, 2020, 9(6): e1901658. DOI:10.1002/adhm.201901658
|
| [21] |
CURVELLO R, GARNIER G. Cationic cross-linked nanocellulose-based matrices for the growth and recovery of intestinal organoids[J]. Biomacromolecules, 2021, 22(2): 701-709. DOI:10.1021/acs.biomac.0c01510
|
| [22] |
CURVELLO R, KERR G, MICATI DJ, CHAN WH, RAGHUWANSHI VS, ROSENBLUH J, ABUD HE, GARNIER G. Engineered plant-based nanocellulose hydrogel for small intestinal organoid growth[J]. Advanced Science, 2020, 8(1): 2002135.
|
| [23] |
JIANG TM, ZHAO JM, YU S, MAO ZW, GAO CY, ZHU Y, MAO CB, ZHENG L. Untangling the response of bone tumor cells and bone forming cells to matrix stiffness and adhesion ligand density by means of hydrogels[J]. Biomaterials, 2019, 188: 130-143. DOI:10.1016/j.biomaterials.2018.10.015
|
| [24] |
PRINCE E, CRUICKSHANK J, BA-ALAWI W, HODGSON K, HAIGHT J, TOBIN C, WAKEMAN A, AVOULOV A, TOPOLSKAIA V, ELLIOTT MJ, McGUIGAN AP, BERMAN HK, HAIBE-KAINS B, CESCON DW, KUMACHEVA E. Biomimetic hydrogel supports initiation and growth of patient-derived breast tumor organoids[J]. Nature Communications, 2022, 13(1): 1466. DOI:10.1038/s41467-022-28788-6
|
| [25] |
SIERRA DH. Fibrin sealant adhesive systems: a review of their chemistry, material properties and clinical applications[J]. Journal of Biomaterials Applications, 1993, 7(4): 309-352. DOI:10.1177/088532829300700402
|
| [26] |
LORAND L, GRAHAM RM. Transglutaminases: crosslinking enzymes with pleiotropic functions[J]. Nature Reviews Molecular Cell Biology, 2003, 4(2): 140-156. DOI:10.1038/nrm1014
|
| [27] |
SCHENSE JC, HUBBELL JA. Cross-linking exogenous bifunctional peptides into fibrin gels with factor XIIIa[J]. Bioconjugate Chemistry, 1999, 10(1): 75-81. DOI:10.1021/bc9800769
|
| [28] |
SCHENSE JC, BLOCH J, AEBISCHER P, HUBBELL JA. Enzymatic incorporation of bioactive peptides into fibrin matrices enhances neurite extension[J]. Nature Biotechnology, 2000, 18(4): 415-419. DOI:10.1038/74473
|
| [29] |
BROGUIERE N, ISENMANN L, HIRT C, RINGEL T, PLACZEK S, CAVALLI E, RINGNALDA F, VILLIGER L, ZÜLLIG R, LEHMANN R, ROGLER G, HEIM MH, SCHÜLER J, ZENOBI-WONG M, SCHWANK G. Growth of epithelial organoids in a defined hydrogel[J]. Advanced Materials, 2018, 30(43): e1801621. DOI:10.1002/adma.201801621
|
| [30] |
WANG YZ, KIM HJ, VUNJAK-NOVAKOVIC G, KAPLAN DL. Stem cell-based tissue engineering with silk biomaterials[J]. Biomaterials, 2006, 27(36): 6064-6082. DOI:10.1016/j.biomaterials.2006.07.008
|
| [31] |
ABBOTT A, OXBURGH L, KAPLAN DL, COBURN JM. Avidin adsorption to silk fibroin films as a facile method for functionalization[J]. Biomacromolecules, 2018, 19(9): 3705-3713. DOI:10.1021/acs.biomac.8b00824
|
| [32] |
GUPTA AK, COBURN JM, DAVIS-KNOWLTON J, KIMMERLING E, KAPLAN DL, OXBURGH L. Scaffolding kidney organoids on silk[J]. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine, 2019, 13(5): 812-822. DOI:10.1002/term.2830
|
| [33] |
FIORENZANO A, SOZZI E, BIRTELE M, KAJTEZ J, GIACOMONI J, NILSSON F, BRUZELIUS A, SHARMA Y, ZHANG Y, MATTSSON B, EMNÉUS J, OTTOSSON DR, STORM P, PARMAR M. Single-cell transcriptomics captures features of human midbrain development and dopamine neuron diversity in brain organoids[J]. Nature Communications, 2021, 12(1): 7302. DOI:10.1038/s41467-021-27464-5
|
| [34] |
SOZZI E, KAJTEZ J, BRUZELIUS A, WESSELER MF, NILSSON F, BIRTELE M, LARSEN NB, OTTOSSON DR, STORM P, PARMAR M, FIORENZANO A. Silk scaffolding drives self-assembly of functional and mature human brain organoids[J]. Frontiers in Cell and Developmental Biology, 2022, 10: 1023279. DOI:10.3389/fcell.2022.1023279
|
| [35] |
ZHOU ZY, SONG PR, WU Y, WANG MM, SHEN CY, MA ZX, REN XX, WANG XH, CHEN X, HU Y, LI ZH, ZHANG Q, LI MM, GENG Z, SU JC. Dual-network DNA-silk fibroin hydrogels with controllable surface rigidity for regulating chondrogenic differentiation[J]. Materials Horizons, 2024, 11(6): 1465-1483. DOI:10.1039/D3MH01581E
|
| [36] |
SHEN CY, WANG J, LI GF, HAO SY, WU Y, SONG PR, HAN YF, LI MM, WANG GC, XU K, ZHANG H, REN XX, JING YY, YANG R, GENG Z, SU JC. Boosting cartilage repair with silk fibroin-DNA hydrogel-based cartilage organoid precursor[J]. Bioactive Materials, 2024, 35: 429-444. DOI:10.1016/j.bioactmat.2024.02.016
|
| [37] |
PRESTWICH GD, ERICKSON IE, ZAREMBINSKI TI, WEST M, TEW WP. The translational imperative: making cell therapy simple and effective[J]. Acta Biomaterialia, 2012, 8(12): 4200-4207. DOI:10.1016/j.actbio.2012.06.043
|
| [38] |
FORSYTHE SD, DEVARASETTY M, SHUPE T, BISHOP C, ATALA A, SOKER S, SKARDAL A. Environmental toxin screening using human-derived 3D bioengineered liver and cardiac organoids[J]. Frontiers in Public Health, 2018, 6: 103. DOI:10.3389/fpubh.2018.00103
|
| [39] |
FONG ELS, WAN XH, YANG J, MORGADO M, MIKOS AG, HARRINGTON DA, NAVONE NM, FARACH-CARSON MC. A 3D in vitro model of patient-derived prostate cancer xenograft for controlled interrogation of in vivo tumor-stromal interactions[J]. Biomaterials, 2016, 77: 164-172. DOI:10.1016/j.biomaterials.2015.10.059
|
| [40] |
LIM JTC, KWANG LG, HO NCW, TOH CCM, TOO NSH, HOOI L, BENOUKRAF T, CHOW PK, DAN YY, CHOW EK, TOH TB, FONG ELS. Hepatocellular carcinoma organoid co-cultures mimic angiocrine crosstalk to generate inflammatory tumor microenvironment[J]. Biomaterials, 2022, 284: 121527. DOI:10.1016/j.biomaterials.2022.121527
|
| [41] |
ZHAO YY, GONG JJ, LIU HW, HUANG HM, TAN WS, CAI HB. A chemically defined, mechanically tunable, and bioactive hyaluronic acid/alginate double-network hydrogel for liver cancer organoid construction[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2024, 282(Pt 2): 136707.
|
| [42] |
CHEN XC, LIU C, McDANIEL G, ZENG O, ALI J, ZHOU Y, WANG XJ, DRISCOLL T, ZENG CC, LI Y. Viscoelasticity of hyaluronic acid hydrogels regulates human pluripotent stem cell-derived spinal cord organoid patterning and vascularization[J]. Advanced Healthcare Materials, 2024, 13(32): e2402199. DOI:10.1002/adhm.202402199
|
| [43] |
EIKEN MK, CHILDS CJ, BRASTROM LK, FRUM T, PLASTER EM, AHMED DW, SPENCER RC, SHACHAF O, PFEIFFER S, LEVINE JE, ALYSANDRATOS KD, KOTTON DN, SPENCE JR, LOEBEL C. Nascent matrix deposition supports alveolar organoid formation from aggregates in synthetic hydrogels[J]. Stem Cell Reports, 2025, 20(1): 102376. DOI:10.1016/j.stemcr.2024.11.006
|
| [44] |
ZHU JM. Bioactive modification of poly (ethylene glycol) hydrogels for tissue engineering[J]. Biomaterials, 2010, 31(17): 4639-4656. DOI:10.1016/j.biomaterials.2010.02.044
|
| [45] |
LUTOLF MP, RAEBER GP, ZISCH AH, TIRELLI N, HUBBELL JA. Cell-responsive synthetic hydrogels[J]. Advanced Materials, 2003, 15(11): 888-892. DOI:10.1002/adma.200304621
|
| [46] |
EHRBAR M, RIZZI SC, SCHOENMAKERS RG, MIGUEL BS, HUBBELL JA, WEBER FE, LUTOLF MP. Biomolecular hydrogels formed and degraded via site-specific enzymatic reactions[J]. Biomacromolecules, 2007, 8(10): 3000-3007. DOI:10.1021/bm070228f
|
| [47] |
GJOREVSKI N, SACHS N, MANFRIN A, GIGER S, BRAGINA ME, ORDÓÑEZ-MORÁN P, CLEVERS H, LUTOLF MP. Designer matrices for intestinal stem cell and organoid culture[J]. Nature, 2016, 539(7630): 560-564. DOI:10.1038/nature20168
|
| [48] |
GJOREVSKI N, LUTOLF MP. Synthesis and characterization of well-defined hydrogel matrices and their application to intestinal stem cell and organoid culture[J]. Nature Protocols, 2017, 12(11): 2263-2274. DOI:10.1038/nprot.2017.095
|
| [49] |
SORRENTINO G, REZAKHANI S, YILDIZ E, NUCIFORO S, HEIM MH, LUTOLF MP, SCHOONJANS K. Mechano-modulatory synthetic niches for liver organoid derivation[J]. Nature Communications, 2020, 11(1): 3416. DOI:10.1038/s41467-020-17161-0
|
| [50] |
CRUZ-ACUÑA R, QUIRÓS M, FARKAS AE, DEDHIA PH, HUANG S, SIUDA D, GARCÍA-HERNÁNDEZ V, MILLER AJ, SPENCE JR, NUSRAT A, GARCÍA AJ. Synthetic hydrogels for human intestinal organoid generation and colonic wound repair[J]. Nature Cell Biology, 2017, 19(11): 1326-1335. DOI:10.1038/ncb3632
|
| [51] |
ZHONG Z, QUIÑONES-PÉREZ M, DAI ZH, JUAREZ VM, BHATIA E, CARLSON CR, SHAH SB, PATEL A, FANG Z, HU T, ALLAM M, HICKS SL, GUPTA M, GUPTA SL, WEEKS E, VAGELOS SD, MOLINA A, MULERO-RUSSE A, MORA-BOZA A, JOSHI DJ, et al. Human immune organoids to decode B cell response in healthy donors and patients with lymphoma[J]. Nature Materials, 2025, 24(2): 297-311. DOI:10.1038/s41563-024-02037-1
|
| [52] |
CHRISNANDY A, BLONDEL D, REZAKHANI S, BROGUIERE N, LUTOLF MP. Synthetic dynamic hydrogels promote degradation-independent in vitro organogenesis[J]. Nature Materials, 2022, 21(4): 479-487. DOI:10.1038/s41563-021-01136-7
|
| [53] |
PAVAN GRANDHI TS, POTTA T, NITIYANANDAN R, DESHPANDE I, REGE K. Chemomechanically engineered 3D organotypic platforms of bladder cancer dormancy and reactivation[J]. Biomaterials, 2017, 142: 171-185. DOI:10.1016/j.biomaterials.2017.07.008
|
| [54] |
CANDIELLO J, GRANDHI TSP, GOH SK, VAIDYA V, LEMMON-KISHI M, ELIATO KR, ROS R, KUMTA PN, REGE K, BANERJEE I. 3D heterogeneous islet organoid generation from human embryonic stem cells using a novel engineered hydrogel platform[J]. Biomaterials, 2018, 177: 27-39. DOI:10.1016/j.biomaterials.2018.05.031
|
| [55] |
SHKUMATOV A, BAEK K, KONG H. Matrix rigidity-modulated cardiovascular organoid formation from embryoid bodies[J]. PLoS One, 2014, 9(4): e94764. DOI:10.1371/journal.pone.0094764
|
| [56] |
YE SC, BOETER JWB, MIHAJLOVIC M, van STEENBEEK FG, van WOLFEREN ME, OOSTERHOFF LA, MARSEE A, CAIAZZO M, van der LAAN LJW, PENNING LC, VERMONDEN T, SPEE B, SCHNEEBERGER K. A chemically defined hydrogel for human liver organoid culture[J]. Advanced Functional Materials, 2020, 30(48): 2000893. DOI:10.1002/adfm.202000893
|
| [57] |
WANG ZG, YE SC, van der LAAN LJW, SCHNEEBERGER K, MASEREEUW R, SPEE B. Chemically defined organoid culture system for cholangiocyte differentiation[J]. Advanced Healthcare Materials, 2024, 13(30): e2401511. DOI:10.1002/adhm.202401511
|
| [58] |
KOUWER PHJ, KOEPF M, Le SAGE VAA, JASPERS M, van BUUL AM, EKSTEEN-AKEROYD ZH, WOLTINGE T, SCHWARTZ E, KITTO HJ, HOOGENBOOM R, PICKEN SJ, NOLTE RJM, MENDES E, ROWAN AE. Responsive biomimetic networks from polyisocyanopeptide hydrogels[J]. Nature, 2013, 493(7434): 651-655. DOI:10.1038/nature11839
|
| [59] |
ZHANG Y, TANG CL, SPAN PN, ROWAN AE, AALDERS TW, SCHALKEN JA, ADEMA GJ, KOUWER PHJ, ZEGERS MMP, ANSEMS M. Polyisocyanide hydrogels as a tunable platform for mammary gland organoid formation[J]. Advanced Science, 2020, 7(18): 2001797. DOI:10.1002/advs.202001797
|
| [60] |
SCHAAFSMA P, KRACHT L, BAANSTRA M, JELLEMA-DE BRUIN AL, COPPES RP. Role of immediate early genes in the development of salivary gland organoids in polyisocyanopeptide hydrogels[J]. Frontiers in Molecular Biosciences, 2023, 10: 1100541. DOI:10.3389/fmolb.2023.1100541
|
| [61] |
YOKOI H, KINOSHITA T, ZHANG SG. Dynamic reassembly of peptide RADA16 nanofiber scaffold[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2005, 102(24): 8414-8419.
|
| [62] |
TAKEI J. 3-dimensional cell culture scaffold for everyone: drug screening, tissue engineering and cancer biology[J]. Alternatives to Animal Testing and Experimentation, 2005, 11(3): 170-176.
|
| [63] |
GAO J, TANG C, ELSAWY MA, SMITH AM, MILLER AF, SAIANI A. Controlling self-assembling peptide hydrogel properties through network topology[J]. Biomacromolecules, 2017, 18(3): 826-834. DOI:10.1021/acs.biomac.6b01693
|
| [64] |
TREACY NJ, CLERKIN S, DAVIS JL, KENNEDY C, MILLER AF, SAIANI A, WYCHOWANIEC JK, BROUGHAM DF, CREAN J. Growth and differentiation of human induced pluripotent stem cell (hiPSC)-derived kidney organoids using fully synthetic peptide hydrogels[J]. Bioactive Materials, 2022, 21: 142-156.
|
| [65] |
LINGARD E, DONG SY, HOYLE A, APPLETON E, HALES A, SKARIA E, LAWLESS C, TAYLOR-HEARN I, SAADATI S, CHU QX, MILLER AF, DOMINGOS M, SAIANI A, SWIFT J, GILMORE AP. Optimising a self-assembling peptide hydrogel as a Matrigel alternative for 3-dimensional mammary epithelial cell culture[J]. Biomaterials Advances, 2024, 160: 213847. DOI:10.1016/j.bioadv.2024.213847
|
| [66] |
Van SPRANG JF, AARTS JGM, RUTTEN MGTA, RIJNS L, TIEMEIJER BM, SCHOTMAN MJG, DANKERS PYW. Co-assembled supramolecular hydrogelators enhance glomerulogenesis in kidney organoids through cell-adhesive motifs[J]. Advanced Functional Materials, 2024, 2404786.
|
| [67] |
PENG YH, HSIAO SK, GUPTA K, RULAND A, AUERNHAMMER GK, MAITZ MF, BOYE S, LATTNER J, GERRI C, HONIGMANN A, WERNER C, KRIEG E. Dynamic matrices with DNA-encoded viscoelasticity for cell and organoid culture[J]. Nature Nanotechnology, 2023, 18(12): 1463-1473. DOI:10.1038/s41565-023-01483-3
|
| [68] |
YANG JJ, LI DW, ZHANG MJ, LIN GL, HU SK, XU HL. From the updated landscape of the emerging biologics for IBDs treatment to the new delivery systems[J]. Journal of Controlled Release, 2023, 361: 568-591. DOI:10.1016/j.jconrel.2023.08.007
|
| [69] |
TYL RW, FRIEDMAN MA. Effects of acrylamide on rodent reproductive performance[J]. Reproductive Toxicology, 2003, 17(1): 1-13. DOI:10.1016/S0890-6238(02)00078-3
|
| [70] |
HUGHES CS, POSTOVIT LM, LAJOIE GA. Matrigel: a complex protein mixture required for optimal growth of cell culture[J]. Proteomics, 2010, 10(9): 1886-1890. DOI:10.1002/pmic.200900758
|